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Proposta per un primo metodo di screening per l'identificazione delle microplastiche nei sedimenti marini

Jan 07, 2024Jan 07, 2024

Rapporti scientifici volume 11, numero articolo: 20651 (2021) Citare questo articolo

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I rifiuti marini, spesso chiamati microplastiche, sono diffusi negli ambienti marini, in particolare nei sedimenti, e sono riconosciuti come un pericolo ambientale perché concentrano contaminanti, formano biofilm e affondano nei sedimenti marini. Nei sedimenti, può essere ingerito dal benthos e avere un impatto negativo sui livelli più alti della catena alimentare. In questo studio è stato sviluppato un nuovo protocollo per identificare le microplastiche in varie frazioni di sedimenti. Questo protocollo combinava la setacciatura e la colorazione sulla base di metodi di prova geotecnici/geologici ordinali. Il processo di setacciatura è stato derivato dal test convenzionale di distribuzione delle dimensioni delle particelle e nel processo di colorazione sono stati impiegati coloranti non tossici. Il protocollo è sicuro e facile da eseguire poiché prevede semplicemente l'uso di apparecchiature di prova geologiche/geotecniche convenzionali. Il nuovo protocollo è stato impiegato con successo per colorare e classificare diversi tipi e dimensioni di particelle microplastiche provenienti da sedimenti contaminati. Questo protocollo sicuro, facile da usare ed efficiente può servire come base per un nuovo approccio alternativo allo studio delle microplastiche presenti nei sedimenti, che può essere eseguito utilizzando materiali di base familiari agli ingegneri geotecnici/geologici.

I 17 Obiettivi di Sviluppo Sostenibile (SDG) elencati nell’Agenda 2030 per lo Sviluppo Sostenibile delle Nazioni Unite hanno sollecitato la comunità scientifica a promuovere una migliore comprensione di questi temi. L’SDG n. 14 comprende obiettivi che prendono in considerazione l’ecosistema marino, compresi i detriti marini. Un tipo di detriti marini, classificati come microplastiche, galleggiano sulla superficie del mare, si depositano nei fondali marini profondi o si arenano sulle coste, comportando rischi ambientali per il biota marino1,2. Queste microplastiche possono concentrare sostanze chimiche tossiche come composti organici, inquinanti organici persistenti3,4 e oligoelementi5,6 e possono aumentare ulteriormente i rischi ecotossicologici derivanti dai sedimenti. Precedenti ricerche hanno riferito che le microplastiche sono ampiamente depositate nei fondali marini da poco profondi a profondi. Woodal et al. hanno riferito che i sedimenti dei fondali marini profondi includono microplastiche di 2-3 mm di lunghezza e < 0,1 mm di diametro7. Alomar et al. hanno riferito che i sedimenti superficiali includono microplastiche con diametro compreso tra 0,063 mm e > 2 mm8. A causa delle loro piccole dimensioni, le microplastiche vengono ingerite dallo zooplancton e trasferite ai livelli più alti della catena alimentare, diventando così dannose per gli ecosistemi marini3,9. L’SDG n. 14.2 si concentra sul raggiungimento di oceani sani e produttivi, che include la valutazione dell’impatto ambientale causato dai detriti microplastici presenti nei sedimenti marini.

Le microplastiche sono classificate in cinque categorie in base alla loro fonte: (1) produzione diretta come detergenti per il viso10, (2) detriti di plastica di grandi dimensioni suddivisi o frammentati che hanno subito un degrado dopo l'esposizione all'ambiente oceanico11, (3) microfibre e tessuti provenienti dal bucato di indumenti12 ,13, (4) particelle di gomma sintetica rilasciate dai pneumatici delle automobili14 e (5) prodotti in plastica usa e getta come contenitori per alimenti e un aumento della produzione e dell'utilizzo di mascherine chirurgiche a causa della pandemia di COVID-1915. Le microplastiche possono contaminare i sedimenti nelle aree costiere ad alta densità di popolazione9. Microplastiche come polietilene (PE), polipropilene (PP), polistirene (PS) e poliammide (PA) si trovano comunemente nei sedimenti fluviali16, mentre PP, PE e polivinilcloruro (PVC) sono abbondanti nei sedimenti marini11. PE, PP e PS sono prodotti industriali che possono diffondersi facilmente sulla superficie del mare a causa delle loro caratteristiche fisiche come la bassa densità. Inoltre, combinati con particelle naturali come l’argilla, possono formare biofilm. L’accumulo di microrganismi sulle microplastiche nei biofilm può aumentarne la densità, accelerarne il trasporto verticale e farle affondare nei sedimenti bentonici17.

 100 °C condition. These results suggest that the staining temperature can affect the staining intensity and be used to roughly classify the plastic species. The possibility of roughly classifying plastic species only based on their staining temperature (60 °C, 80 °C, and > 100 °C) without a chemical analytical machine is one of the advantages of the proposed method./p> 2 mm (mean [D50] = 1.16 mm). Figure 6A shows the particle distribution curve from dredged sediments and Toyoura sand (Japanese standard sand). The particles in the dredged sediments are larger than those in Toyoura sand (ranging from 0.1 to < 1 mm) possibly because the sediments at Shin-Minato port originated from oyster shells and other human-related wastes and are likely to contain a wider range of microplastics/fibers. The red color staining solvent stained the large microplastic particles (> 5.0 mm) in the sieved sediment sample (Fig. 6B). Many large particles are mixed with crushed shells coated with small substances such as clay or biofilms. The results of the staining of air-dried sediments (fractions 1–6) using our proposed method are shown in Fig. 7. The staining process generated small particles from substances coating the sample surface, which generally made the samples turbid and identification of the microplastics difficult. However, despite this turbidity, the proposed method can be used to easily identify plastics sized > 5 mm that are mixed with shiny materials such as shells (Fig. 6B)./p> 2 mm, photographed using an anα5100 Sony camera, (B) fraction 2, particle size 0.85–2 mm, (C) fraction 3, particle size 0.42–0.85 mm, (D) fraction 4, particle size 0.25–0.42 mm, (E) fraction 5, particle size 0.106–0.25 mm, and (F) fraction 6, particle size < 0.106 mm./p> 2.0 mm) could be visually identified and were photographed using a normal camera (α5100 Sony, Japan). Microplastics in this fraction originated from fragmented debris of daily necessities, such as medical press through pack sheets and styrene foams. To observe the particles of fractions 2–6 (Fig. 7B–F), a microscope (BHM series, Olympus Japan) with a charge-coupled device camera (EL310, Wraymer) was used. These fractions mostly contained small-sized particles such as fiber dust and crushed materials from daily waste and were detectable after staining (Fig. 7B–E). The particles of fraction 6 (< 0.106) were cube-shaped and stained red (Fig. 7F). The source of these small particles was identified as contamination from self-precipitated crystals from the staining solvent solution and was separate from the original microplastics or microfibers from the sediment./p> 100 °C) without a chemical analytical machine is one of the advantages of our proposed method./p> 100 °C for PP and PS. In the second experiment, a heat block (dry bath) machine (HDB-2N, As one, Japan) set to three temperature conditions was used to heat the samples for 20 min./p> 2.0 mm, (2) 0.85–2.0 mm, (3) 0.42–0.85 mm, (4) 0.25–0.42 mm, (5) 0.106–0.25 mm, and (6) < 0.106 mm. Three replicates were analyzed from each fraction. Fraction 1 (> 2.0 mm) was rinsed with tap water and placed in a 50-mL glass beaker. The beaker was filled with staining solvent to cover the top of the sample and was kept at 105 °C for 20 min. The applicability of the proposed method was validated by analyzing stained samples from fractions 1 and 2 using ATR-FTIR analysis (Nicolet Summit, ThermoFisher), and the plastic species were confirmed. In ATR-FTIR, an infrared spectra database is used to accurately determine the type of plastic43./p>

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