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Nuove intuizioni sul ruolo del lungo non

May 07, 2024May 07, 2024

Nature Communications volume 14, numero articolo: 5086 (2023) Citare questo articolo

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Il complesso ciclo di vita del Plasmodium falciparum richiede una regolazione coordinata dell'espressione genica per consentire l'invasione, la trasmissione e l'evasione immunitaria della cellula ospite. Prove crescenti suggeriscono ora un ruolo importante per i meccanismi epigenetici nell’espressione genica nel parassita. Negli eucarioti, molti lncRNA sono stati identificati come regolatori fondamentali della struttura del genoma e dell'espressione genica. Per studiare i ruoli regolatori degli lncRNA in P. falciparum esploriamo la distribuzione intergenica degli lncRNA nelle posizioni subcellulari nucleari e citoplasmatiche. Utilizzando i profili di espressione dell'RNA nascente, identifichiamo un totale di 1768 lncRNA, di cui 718 (~ 41%) sono romanzi in P. falciparum. La localizzazione subcellulare e l'espressione specifica dello stadio di diversi presunti lncRNA sono convalidate utilizzando RNA-FISH. Inoltre, utilizzando ChIRP viene esplorata l'occupazione dell'intero genoma di diversi lncRNA nucleari candidati. I risultati rivelano che i siti di occupazione dell’lncRNA sono focali e sequenza-specifici con un particolare arricchimento per diverse famiglie di geni specifici del parassita, compresi quelli coinvolti nella patogenesi e nella differenziazione sessuale. L'analisi genomica e fenotipica di uno specifico lncRNA ne dimostra l'importanza nella differenziazione e nella riproduzione sessuale. I nostri risultati portano un nuovo livello di comprensione del ruolo degli lncRNA nella patogenicità, nella regolazione genetica e nella differenziazione sessuale, aprendo nuove strade per strategie terapeutiche mirate contro il parassita mortale della malaria.

La malaria, una malattia infettiva trasmessa dalle zanzare, è causata da parassiti protozoari del genere Plasmodium. Tra le specie che infettano l'uomo, il Plasmodium falciparum è quello più diffuso e mortale, con circa 627.000 decessi nel 20201. Il parassita ha un ciclo vitale complesso che coinvolge più fasi biologiche negli ospiti umani e nelle zanzare. Quando gli sporozoiti vengono trasmessi da una zanzara infetta da Plasmodium al flusso sanguigno umano, migrano nel fegato per invadere gli epatociti e avviare l'amplificazione del parassita. Dopo questo ciclo pre-eritrocitario, che può durare dai 7 ai 10 giorni, decine di migliaia di merozoiti infettivi vengono rilasciati nel flusso sanguigno per invadere i globuli rossi. All'interno dell'eritrocita il parassita matura dall'anello al trofozoite e agli stadi schizonti multinucleati. Dopo 48 ore, i merozoiti appena formati fuoriescono dagli eritrociti per reinfettare nuovi globuli rossi. Questa rottura è solitamente associata a sintomi clinici. Durante questo ciclo di sviluppo intraeritrocitario, un sottogruppo di parassiti può differenziarsi in gametociti maschili e femminili. Una volta ingeriti da una zanzara anofele femmina durante un pasto di sangue, questi gametociti subiscono la replicazione sessuale all'interno dell'intestino della zanzara per formare uno zigote che può differenziarsi in un ookinete mobile e un'oocisti. L'oocisti crescerà e produrrà migliaia di nuovi sporozoiti che migreranno verso le ghiandole salivari della zanzara pronte a infettare un nuovo ospite umano durante un successivo pasto di sangue. Questo ciclo di vita evolutivo multistadio porta a distinti cambiamenti morfologici e fisiologici in risposta a condizioni ambientali alterate ed è strettamente regolato da cambiamenti coordinati nell'espressione genica.

La profilazione dell'espressione genica2,3 inclusi esperimenti di RNA-seq in massa2,4,5,6,7, profili di espressione di RNA nascente8, nonché il sequenziamento di singole cellule9 hanno rivelato che la maggior parte dei geni del parassita sono trascritti in una cascata di espressione genica durante tutto il ciclo di vita del parassita, ma gli esatti meccanismi molecolari che regolano questi eventi sono in gran parte sconosciuti.

Rispetto ad altri eucarioti con una dimensione del genoma simile, P. falciparum ha un genoma estremamente ricco di AT e un numero relativamente basso di fattori di trascrizione specifici della sequenza (TF), circa due terzi dei TF attesi in base alla dimensione del genoma . Solo 27 proteine ​​leganti il ​​DNA di apicomplexan apetala2 (ApiAP2) sono state identificate come TF specifici nel genoma del parassita. Questi ApiAP2 sono esclusivi di Apicomplexa10 ed è stato dimostrato che hanno un ruolo importante come attivatori o repressori della trascrizione11. La nostra comprensione della regolazione di questi TF e di come vari TF potrebbero agire insieme per organizzare le reti trascrizionali è ancora limitata, ma i modelli di espressione genica osservati sono probabilmente il risultato di una combinazione di fattori trascrizionali9,12,13,14 e post-trascrizionali. eventi normativi15,16,17,18. Inoltre, studi epigenetici19,20,21,22,23,24,25 e metodi di cattura della conformazione cromosomica (Hi-C)26,27,28 hanno suggerito che lo stato della cromatina e la struttura tridimensionale (3D) del genoma di P. falciparum sono fortemente connessi con l'attività trascrizionale delle famiglie di geni28. Gli algoritmi di apprendimento automatico hanno anche suggerito che i TF ApiAP2 potrebbero effettivamente funzionare in combinazione con fattori epigenetici29. Tuttavia, resta da chiarire il modo in cui tutti i regolatori della trascrizione vengono reclutati nei loro motivi di legame al DNA e nelle loro regioni della cromatina. Comprendere gli esatti meccanismi che regolano il ciclo di replicazione del parassita è essenziale se vogliamo identificare nuovi bersagli terapeutici.

2500 lncRNA candidates, including 1300 circular lncRNAs51,52,53,55,56. These initial studies confirmed that parasite lncRNAs are developmentally regulated but only a few of these annotated ncRNAs have been functionally characterized. Some have been linked to regulation of virulence genes57,58,59,60,61,62. It has also been established that GC-rich ncRNAs serve as epigenetic regulatory elements that play a role in activating var gene transcription as well as several other clonally variant gene families63. In addition, a family of twenty-two lncRNAs transcribed from the telomere-associated repetitive elements (TAREs) has been identified in the parasite45,47,59. These TARE-lncRNAs show functional similarities to the eukaryotic family of non-coding RNAs involved in telomere and heterochromatin maintenance64 and could have a role in regulating virulence factors. More recently, the functional characterization of two lncRNAs, gdv1-as-lncRNA and md1-lncRNA that were detected during gametocytogenesis, has revealed that sexual differentiation and sex determination in P. falciparum is at least partially regulated by lncRNAs65,66. While it is becoming evident that lncRNAs serve as an integral part of the mechanisms regulating gene expression in Plasmodium, the localization and function of most of the identified lncRNAs remain a mystery./p> or <0.5 of summed nuclear vs cytoplasmic expression level. Density plots of size (b) and GC content (c) of lncRNA candidates and annotated protein encoding mRNAs (purple). d Expression levels of primary transcripts (left), steady-state RNA (middle) of lncRNA candidates and annotated protein encoding mRNAs for Ring (R), Trophozoite (T), Schizont (S) and Late Gametocyte (LG) stages. e Relative stability of lncRNA candidates and annotated protein encoding mRNAs. The stability is based on the ratio of RNA-seq/GRO-seq transcript level. Each box represents the 25/75 percentiles, the line across the box represents the median, and the whiskers represent maximum and minimum values. Outliers are indicated with dots./p> 500 mature gametocytes). Significance of the results was calculated using the two-way ANOVA with Holm-Šídák correction (**p < 0.01, ***p < 0.001). c Exflagellation assays were performed and the number of exflagellation centers per field (n > 10) were counted. Shown are results from two biological replicates. Bars indicate the mean. (d&e) Mosquito passage: Gametocyte cultures were fed to Anopheles stephensi mosquitoes. On day 11 post-infection, midguts were removed, and oocysts were counted (d) and on day 17 post-infection salivary glands were harvested and sporozoites were counted (e). Data are pooled from 2 biological replicates. Oocyst counts were performed with 15–25 mosquito midguts per experiment. Significance of the results was calculated using the Kruskal-Wallis test with Dunn’s post-test (****p < 0.0001). For salivary gland sporozoite counts, salivary glands from 20 mosquitoes were harvested, homogenized and sporozoites counted using a hemocytometer. Shown is the average number of salivary gland sporozoites for each of two experiments. Significance was calculated using the Chi-Squared tests (****p < 0.0001). f Volcano plots for gene expression profile between the WT and ΔlncRNA-ch14 lines by –Log10 P (y-axis) and log2 Fold change (x-axis) in asexual stage parasites (Top) and in mature gametocytes (Bottom). NS: Non-significant; FC: Fold Change. g Bar graph representations of selected Gene Ontology (GO) enrichment of downregulated genes between WT and ΔlncRNA-ch14 lines are presented by Log10 P (y-axis) in asexual mature (Left) and mature gametocyte (Right) stages. Exact p values and raw data are indicated in the Source data file./p> 0.2. Cells identified as an early/late ring or late schizont containing <50 UMI/cell and <50 genes/cell were removed due to poor quality. Cells mapped to late stages, or cells not assigned to a stage in the Malaria Cell Atlas were removed if they contained <100 UMIs/cell or <80 genes/cell. Data from days 4, 6 and 10 were integrated together using Seurat’s IntegrateData function using 2000 integration anchors and 10 significant principal components. A variance stabilizing transformation was performed on the integrated matrix to identify the 750 most highly variable coding genes, and these were used to perform a principal component (PC) analysis. Significant PCs were then used to calculate three-dimensional UMAP embeddings using only coding genes. LncRNA expression was visualized on the UMAP embedding generated from coding gene expression using the package ggplot2 to assign stage-specific expression for the lncRNA./p>